Parasiten

Die Präanalytik ist auch für die erfolgreiche Differenzialdiagnostik von Parasitosen essenziell. Daher erscheint es sinnvoll, Tipps für die bei uns in Europa mittlerweile seltenen Erkrankungen in einem Leistungsverzeichnis zu geben.

Die in der Humanmedizin relevanten Parasitosen werden unterschieden in Infektionen durch Einzeller (Protozoen; Protozoonosen), durch Würmer (Metazoa; Helmintheninfektionen, Helminthiasen) und durch Ektoparasiten (Ektoparasitosen). Die Parasiten können weiter nach ihrem „Lebensraum“ in intestinale,extraintestinale Parasiten, Hämoparasiten sowie auf oder in der Haut lebende Ektoparasiten differenziert werden. Die Letztgenannten werden hier nicht weiter betrachtet.

In der Parasitologie wird mit Endwirt der Organismus bezeichnet, in dem eine geschlechtliche Vermehrung des Parasiten stattfindet. Die damit verbundene, üblicherweise zahlreiche Nachkommenschaft wird ausgeschieden oder findet sich in einem Körperkompartiment, so dass die Suche danach zur Diagnostik genutzt werden kann. Beispielhaft ist die Ausscheidung von Wurmeiern bei intestinalen Helmintheninfektionen.

Ist der Mensch bei den Helminthen hingegen nur Zwischen- oder Fehlwirt, werden keine Nachkommen produziert, so dass die Suche nach Eiern sinnlos ist und auf indirekte Methoden der Serologie zurückgegriffen werden muss. Die Toxokariasis ist eine Infektion mit Larven des Hunde- oder Katzenspulwurms (Toxocara spp.), die sich im Menschen nicht zu erwachsenen Würmern entwickeln können – entsprechend trägt die Suche nach Wurmeiern im Stuhl nicht zur Klärung der Verdachtsdiagnose bei!

Eine Eosinophilie (> 500 eosinophile Granulozyten/µl Blut) wird häufig als charakteristisches Zeichen einer Parasitose gedeutet, jedoch kommen differenzialdiagnostisch auch einige Pilzinfektionen, aber vor allem Allergien in Betracht.

Wesentlicher jedoch ist, dass der Umkehrschluss: fehlende Eosinophilie = Ausschluss einer Parasitose falsch ist!

Mit Ausnahme der Cystoisosporiasis gehen intestinale, kutane und systemische Protozoonosen wie Amöbiasis, Leishmaniasis und Malaria nicht mit einer Eosinophilie einher.

Bei Helmintheninfektionen findet sich üblicherweise eine Eosinophilie im Differenzialblutbild:

• während der invasiven Phase intestinaler Nematodeninfektionen, also während der Larvenwanderung durch das Gewebe, vor allem der Lunge

• selten bei der intestinalen Ankylostomiasis (Hakenwurminfektion)

• bei extraintestinalen Nematodeninfektionen, wie Toxokariasis, Trichinose und Filariasis

• bei der akuten Schistosomiasis und Fascioliasis, jedoch nicht im chronischen Stadium

• bei Infektionen mit dem Zwergbandwurm (Hymenolepiasis) und dem Zwergfadenwurm (Strongyloidiasis)

Bei anderen Phasen bzw. Helmintheninfektionen wie intestinaler Befall mit Madenwürmern (Oxyuriasis), Spulwürmern (Askariasis), Peitschenwürmern (Trichuriasis), Bandwürmern (Taeniasis) und Trematoden (Clonorchiasis, Opisthorchiasis) besteht üblicherweise keine Eosinophilie!

Eine intensive Auseinandersetzung des Parasiten oder seiner Nachkommen mit dem menschlichen Gewebe durch Larvenwanderung, Ablegen von Eiern in die Darmwand (Strongyloidiasis) oder durch Einbringen von Fremdproteinen zur Hemmung der Blutgerinnung (Hakenwürmer) oder Festsetzen in der Darmwand an wechselnden Orten (Zwergbandwürmer) führt zu einer Eosinophilie. Hingegen ist die Zystenwand bei der zystischen Echinokokkose so inaktiv, dass es nicht zu einer Eosinophilie kommt, sondern nur, wenn sie bei Ruptur durchlässig wird und Zysteninhalt in das Gewebe gelangt! Leider findet sich in vielen Textbüchern der fehlerhafte Hinweis, dass die Echinokokkose mit einer Eosinophilie einhergeht! Auch bei der Zystizerkose (Infektion mit Finnen des Schweinebandwurms, meist im ZNS lokalisiert) kann die Zystenwand undurchlässig für Parasitenproteine sein, so dass keine Eosinophilie besteht!

Die Ausscheidung von Parasitenstadien bei intestinalen Parasitosen ist intermittierend – entsprechend sollten mehrere Proben von verschiedenen Stuhlportionen, am besten von verschiedenen Tagen untersucht werden. Bei Untersuchung nur einer Stuhlprobe beträgt die Sensitivität des Nachweises 50 - 60 %, die durch Untersuchung von drei Proben auf über 90 % gesteigert werden kann.

• Für den Nachweis intestinaler Protozoonosen ist es nicht erforderlich, dass der Patient bzw. eine warme Stuhlprobe im Labor ankommen! Die einzige Ausnahme ist der Verdacht auf eine (blutige-schleimige) Amöbenruhr, da die ursächlichen Entamoeba histolytica-Trophozoiten außerhalb des Körpers schnell absterben, so dass ihre charakteristische amöboide Beweglichkeit nach mehr als 60 Minuten nach Darmentleerung nicht mehr mikroskopiert werden kann. In diesem Fall bieten sich Antigen- und DNA-Nachweis mittels Enzymimmunassay (EIA, ELISA) oder die PCR als sehr sensitive und spezifische alternative bzw. ergänzende Methoden an! Bei allen anderen intestinalen Infektionen mit Einzellern ist davon auszugehen, dass die ausgeschiedenen, der Verbreitung dienenden Zysten so umweltresistent sind, dass sie den Transport ins Labor problemlos überstehen!

• Alternativ bzw. ergänzend zum aufwendigen mikroskopischen Protozoen-Nachweis werden EIAs zum Nachweis von Antigenen eingesetzt sowie molekulare Methoden. Letztere stellen bisher keine nach EBM erstattungsfähige Leistung dar. Bei der akuten Giardiasis (Lambliasis) kann die Darmpassage so schnell sein, dass keine Umwandlung in Zysten stattfindet und die umweltlabilen Trophozoiten schnell zerstört werden, so dass sie in der Mikroskopie nicht mehr nachweisbar sind.

• Die Differenzierung der fakultativ pathogenen Entamoeba histolytica von der stets apathogenen E. dispar und anderen Entamöben gelingt mikroskopisch oder mittels EIA nicht! In diesem Fall ist die PCR die einzige Möglichkeit der Differenzierung. Nur der Befall mit Entamoeba histolytica stellt eine Behandlungsindikation dar.

• Der Nachweis von Antikörpern im Serum gegen Protozoen hat nur epidemiologische Bedeutung. Einzige Ausnahme ist der Nachweis von Antikörpern gegen Entamoeba histolytica bei Verdacht auf Amöbenleberabszess – bei nahezu 100 % Sensitivität gilt der Antikörper-Nachweis als beweisend bzw. der fehlende Nachweis als weitgehender Ausschluss.

• Nicht alle fakultativ pathogenen Einzeller sind mit der in der Routine verwendeten Lugol-Färbung nach Stuhlanreicherung (modifizierte MIF-C-Methode) darstellbar. Dazu zählen Dientamoeba fragilis sowie intestinale Kokzidien. Die pathogene Bedeutung von Dientamoeba fragilis wird kontrovers diskutiert. Bei Kindern können sie möglicherweise ursächlich für abdominale Beschwerden und intermittierende Diarrhoen sein. Der Nachweis gelingt nur mittels aufwendiger Färbemethoden oder mittels PCR (IGeL).

Zu den humanpathogenen intestinalen Kokzidien gehört z.B. Cystoisospora (ehemals: Isospora) belli, die überwiegend importiert wird, was einen Aufenthalt im außereuropäischen Ausland voraussetzt, und in der Routine-Methode zur Darstellung kommt. Auch Cyclospora cayetanensis wird importiert und färbt sich nicht mit der Lugol-Färbung, so dass eine gezielte Anforderung erforderlich ist, damit eine entsprechende Methode (mod. Kinyoun-Färbung) auch durchgeführt wird. Das gilt auch für die heimischen Kryptosporidien, die überwiegend selbstlimitierende Diarrhoen bei Kindern verursachen, aber bei Immunsupprimierten zu schweren, anhaltenden Diarrhoen führen können. Auch hier ist eine gezielte Anforderung erforderlich und ergänzend können Antigen-Nachweisverfahren (EBM) wie auch molekulare Methoden (IGeL) eingesetzt werden.

Die im Darm und in den Gallengängen lebenden Würmer vermehren sich auch dort und scheiden ihre Nachkommen mit dem Stuhl aus. Zur Diagnostik wird daher die parasitologische Untersuchung von Stuhlproben auf Wurmeier empfohlen. Ausgehend von einer intermittierenden Ausscheidung wie bei den Protozoen, sollten mehrere Stuhlproben von verschiedenen Tagen untersucht werden. Die Serologie, also der Nachweis von Antikörpern im Serum, hat für die Diagnostik intestinaler Helmintheninfektionen üblicherweise KEINE Bedeutung! Einzige Ausnahme: Bei der Zwergfadenwurminfektion (Strongyloidiasis) werden nur wenige Larven pro Tag ausgeschieden, so dass der Nachweis in Stuhlproben selten gelingt. Bei klinischem Verdacht sollte ergänzend der Nachweis spezifischer Antikörper im Serum (EBM) oder eine spezifische PCR aus der Stuhlprobe versucht werden (IGeL).

Madenwurminfektion (Oxyuriasis, Enterobiasis): Die begatteten, 1 cm langen und 1 mm breiten weiblichen Fadenwürmer (Nematoden) wandern bei Wärme aus dem Anus, um ihre Eier auf der perianalen Haut abzulegen. Durch Aufkleben eines durchsichtigen Klebestreifens am Morgen – vor dem Waschen – auf die Haut um die Analöffnung und sofortiges Abziehen werden die sehr klebrigen Eier von der Haut entfernt. Durch Mikroskopie des auf einen Objektträger aufgeklebten Klebestreifens werden sie nachgewiesen. Die wiederholte Untersuchung an verschiedenen Tagen erhöht die Sensitivität.

! Es ist nicht zielführend, den Klebestreifen abends aufzukleben und dort über Nacht zu belassen! – „es ist nicht bekannt, dass Madenwürmer ihre Eier bevorzugt auf Klebestreifen ablegen“. Der Klebestreifen erhöht die Wahrscheinlichkeit, die klebrigen Eier von der Haut zu entfernen, was mit einem Tupfer meist nicht oder nur unzureichend gelingt.

Stuhl- und Urinproben sind wenig geeignete Materialien, um Madenwurminfektionen sicher nachzuweisen bzw. auszuschließen, auch wenn in diesen gelegentlich Madenwurmeier gefunden werden.

Unverändert gilt der direkte Nachweis von Plasmodien im panoptisch gefärbten dicken (Dicker Tropfen) und dünnen Blutausstrich als Diagnostik der Wahl bei Verdacht auf eine Malaria. Dazu wird EDTA-Blut benötigt, begleitet von einer Telefonnummer, unter der der einsendende Arzt jederzeit erreichbar ist, um das Ergebnis unverzüglich mitteilen zu können!

Der Nachweis von Antikörpern hat für die Diagnostik einer Malaria keine Relevanz. Zur Abklärung möglicher früherer Erkrankungen kann der Nachweis spezifischer Antikörper hilfreich sein. Allerdings persistieren Serumantikörper nur für etwa 6 - 12 Monate nach der letzten Auseinandersetzung mit Plasmodien.

Bei der viszeralen Leishmaniasis sind die Parasiten mittels Histologie und/oder PCR aus Leber- und ggf. Milzbiopsien nachweisbar sowie mittels PCR auch aus den mononukleären Zellen des peripheren Blutes. Bei den kutanen und mukokutanen Verlaufsformen sind die Leishmanien mittels PCR aus Biopsien nachweisbar, ggf. auch aus Abstrichen vom Rand der Läsion, die ohne Transportmedium (trocken) für die molekulare Diagnostik eingeschickt werden müssen (keine EBM-Leistung). Die PCR dient bei Nachweis auch der Speziesidentifikation, die die Grundlage für die Auswahl der Therapie bei den mukokutanen und kutanen Verlaufsformen ist!

Der Nachweis spezifischer Antikörper gelingt nur bei der viszeralen Leishmaniasis sicher, während die Serologie bei den anderen Verlaufsformen unzuverlässig ist (Sensitivität < 60 %).

In der Differenzialdiagnostik von Helminthen- und vor allem Larveninfektionen außerhalb des Darms wird gerne die Serologie bemüht. Die dabei verwendeten Suchteste (Screening-Teste) verwenden üblicherweise Extrakte aus Würmern oder Larven. Dadurch werden sie sehr sensitiv, weisen aber eine nur geringe Spezifität auf. Kreuzreaktionen innerhalb eines Helminthenstammes oder innerhalb von -klassen sind daher häufig. D.h., dass Suchteste zum Nachweis von Antikörpern gegen Fadenwürmer (Nematoden) wie Toxocara spp. auch Antikörper gegen Askariden, Filarien und Peitschenwürmer nachweisen. Das gilt auch innerhalb der Trematoden (Schistosomen, Fasciola spp., Opisthorchis spp.) oder innerhalb der Zestoden (Echinokokken, Taenia spp.). Zur Diagnosestellung muss daher die Spezifität der in einem Suchtest (IHA, ELISA) nachgewiesenen Antikörper gegen Antigene eines Helminthen stets mit einem weiteren Verfahren wie Immunoblot verifiziert werden! Gelingt dies nicht, sind die im Suchtest nachgewiesenen Antikörper nicht spezifisch, so dass die Diagnose nicht gesichert werden kann! Im Folgenden ist die Bedeutung der Serologie beispielhaft bei einigen Helminthiasen dargestellt.

Bei Nachweis einer Zyste vor allem in Leber und Lunge, seltener in anderen Organen, kommt differenzialdiagnostisch eine zystische Echinokokkose in Betracht. Da es sich um eine Infektion mit Larven des Hundebandwurms Echinococcus granulosus handelt, der Mensch Fehl- bzw. Zwischenwirt ist, entstehen keine Nachkommen, so dass auch keine Wurmeier nachweisbar sein können! Abhängig vom Zystenstadium sind in etwa 80 % der Fälle Antikörper gegen Echinococcus-Antigene im Serum des Patienten nachweisbar. Diese reagieren häufig auch mit Suchteste der alveolären Echinokokkose (Larven des Fuchsbandwurms) und der Zystizerkose (Larven des Schweinebandwurms). Die Spezifität der Antikörper kann mittels Immunoblot verifiziert oder falsifiziert werden, dennoch bleibt die Differenzierung der Echinokokkose allein anhand der Antikörper schwierig. Klinisch-radiologisch stellt sich die zystische Echinokokkose als solitäre oder mehrere gut abgrenzbare Zysten unterschiedlicher Größe dar, während die alveoläre Echinokokkose sich als Tumor mit vielen kleinen Einzelzysten darstellt.

Die Diagnostik kann nur bei Nachweis einer Zyste hilfreich sein. Ohne klinischen oder radiologischen Verdacht ist der Nachweis von Antikörpern im Suchtest nutzlos. Entsprechend ist der zufällige Kontakt mit Fuchslosung KEINE Indikation für eine Echinokokkus-Serologie! Diese kann auch nicht zur Verlaufsbeobachtung nach möglichem Kontakt verwendet werden!

Nach entsprechendem Süßwasserkontakt während eines Aufenthaltes in bzw. bei Bewohnern aus einem Endemiegebiet sollte unabhängig von einer Symptomatik nach einer Bilharziose gesucht werden. Im östlichen Südamerika, vornehmlich in Brasilien, in weiten Teilen Afrikas und in einigen Gebieten Südostasiens kann der Hautkontakt mit stehenden Gewässern zu einer Infektion mit dem Pärchenegel führen. In den 12 Wochen nach Kontakt kann eine fieberhafte, mit Eosinophilie einhergehende akute Schistosomiasis auftreten – die initiale Phase kann aber auch asymptomatisch verlaufen. Da die erwachsenden Würmer bis zu 10 Jahre leben, ein weibliches Exemplar bis zu 3000 Eier pro Tag produzieren kann, die durch das Gewebe ins Darmlumen oder in die Harnblase gelangen, um ausgeschieden zu werden, und weil die Blasenbilharziose eine Präkanzerose ist, sollte eine Infektion frühzeitig ausgeschlossen oder nachgewiesen und therapiert werden. Nach der Präpatenzzeit von etwa 10 - 12 Wochen nach möglichem Kontakt stellt die Serologie die Suchmethode der Wahl dar! Sind im Screening-Test keine Antikörper nachweisbar, kann eine Schistosomiasis weitgehend ausgeschlossen werden. Sind Antikörper nachweisbar, ist eine erweiterte parasitologische Diagnostik durchzuführen. Zum Nachweis von Eiern im Urin ist Sammelurin, bevorzugt in der Zeit von 10 bis 14 Uhr gesammelt, einzusenden. Zum einen sollte der Patient 1 bis 2 L in der Zeit trinken, um möglichst viel Urin zu produzieren, zum anderen ist der gesamte Sammelurin zwecks Filtration einzusenden. Die Untersuchung einer einmaligen Urinprobe von 10 oder 20 mL oder einer Teilmenge dieser Größenordnung des Sammelurins weist keine zuverlässige Sensitivität auf! Ergänzend sind Stuhlproben auf Wurmeier zu untersuchen. Damit eine ausreichende Sensitivität erzielt wird, sind wenigstens drei Proben von verschiedenen Tagen zu untersuchen. Sind keine Wurmeier nachweisbar, muss die Spezifität der im Suchtest nachgewiesenen Antikörper verifiziert werden durch Ausschluss kreuzreagierender Antikörper gegen andere Trematoden (Fasciola hepatica) und durch Einsatz spezifischerer Testverfahren. Sind spezifische Antikörper reproduzierbar nachweisbar, ist trotz fehlendem Nachweis von Eiern eine Therapie mit Praziquantel indiziert.

Die Infektion mit Larven der Hunde- und Katzenspulwürmer ist ein vermutlich häufiges Ereignis, das vorwiegend im Kindesalter vorkommt, asymptomatisch bleibt und üblicherweise spontan ausheilt. Entsprechend sollte nur bei hochgradigem Verdacht auf eine viszerale Larva migrans und bei Nachweis einer Eosinophilie ein Suchtest auf Antikörper gegen Toxocara spp.-Antigene durchgeführt werden. Bei Nachweis von Antikörpern im Suchtest ist aufgrund einer Vielzahl möglicher Kreuzreaktionen durch Kontakt mit anderen Nematoden wie z.B. Askariden und Madenwürmern die Spezifität mittels Immunoblot zu überprüfen. Nur der Nachweis spezifischer Antikörper zusammen mit einer Eosinophilie kann die Diagnose einer Toxokariasis unterstützen.